Edition génomique
Sous titre

Des ciseaux moléculaires pour modifier les génomes avec précision

L’édition génomique

génomique
Étude conduite à l’échelle du génome, portant sur le  fonctionnement de l’organisme, d’un organe, d’une pathologie...
permet d’effectuer des modifications génétiques ciblées dans tout type de cellule, grâce à des ciseaux moléculaires spécifiques. Disponibles depuis les années 80, ces outils ont gagné en efficacité et en spécificité au cours du temps. En 2012, l’avènement du système CRISPR-Cas9, caractérisé par sa très grande simplicité et son coût modeste, a révolutionné cette approche : l’édition génomique a désormais gagné tous les domaines de la science et de la médecine.
Elle permet aux chercheurs d’effectuer les modifications génétiques de leur choix, afin de développer des modèles cellulaires et animaux sur mesure, pour progresser dans la connaissance du développement des organismes vivants, des maladies, ou encore pour tester des molécules thérapeutiques. Des premiers essais cliniques se fondant sur cette approche ont débuté, visant à à traiter des maladies monogéniques, certains cancers ou encore des maladies infectieuses.
       

Dossier réalisé en collaboration avec Carine Giovannangeli (unité 1154 Inserm/CNRS/MNHN, équipe Edition du génome, réparation des cassures double-brin de l’ADN et réponses cellulaires Paris), Anne Galy (unité 951 Inserm/Université d'Evry Val d'Essonne/Ecole pratique des hautes études, Integrare et unité de service 35, Accélérateur de recherche technologique en Thérapie génomique, Généthon, Evry) et Hervé Chneiweiss, président du Comité d'éthique de l'Inserm

Comprendre l’édition génomique
Modifier une séquence d’ADN de façon ciblée
L’édition du génome (de l’anglais genome editing) consiste à modifier le génome d’une cellule avec une grande précision. Il est possible d’inactiver un gène, d’introduire une mutation ciblée, de corriger une mutation particulière ou d’insérer un nouveau gène. Cette technique de génie génétique fait appel à des nucléases

nucléases
Enzyme capable de couper des acides nucléiques au niveau des liaisons phosphodiesters.
modifiées, appelées « ciseaux moléculaires ».
Ces nucléases coupent l’ADN à un endroit prédéfini du génome, dépendant de sa séquence. Un système de réparation naturel de l’ADN (NHEJ pour Non-Homologous End-Joining) se met alors en marche, pour « recoller » ensemble les deux extrémités libres générées par la coupure. Mais ce système de réparation introduit des erreurs, conduisant à la mutation du gène ciblé par la nucléase. Dans ce cas, la mutation introduite est donc aléatoire.

Il est également possible de modifier la séquence visée selon ses souhaits. Il faut alors délivrer à la cellule, en plus des nucléases, un brin d’ADN présentant la séquence désirée, flanquée d’extrémités homologues à celles du site de coupure. Un autre système cellulaire de réparation va alors intervenir (la recombinaison homologue) et « incorporer » la séquence d’ADN fournie au moment de la réparation, conduisant à son insertion définitive dans le génome.
L’édition de base : l’édition génomique sans coupure d’ADN

Récemment, des nucléases Cas ont été transformées pour qu’elles ne coupent plus le site du génome reconnu : la nucléase sert de point d’ancrage pour l’acheminement d’autres protéines capables de transformer une base de l’ADN en une autre, induisant ainsi une mutation ciblée sans coupure. Cette technique, l'édition de base, pourrait s’avérer particulièrement intéressante dans les cellules où les processus naturels de réparation des cassures de l’ADN sont peu performants, rendant l’édition génomique classique (avec coupure double brin) inefficace.
L’ensemble de ces techniques fonctionnent dans tous les types de cellules : humaines, animales, végétales, bactériennes, adultes ou embryonnaires.
Plusieurs types de ciseaux moléculaires disponibles
Toutes les nucléases utilisées pour l’édition génomique sont dérivées de systèmes bactériens naturels. Ce sont des enzymes dites de restriction, capables de couper l’ADN double brin à des endroits spécifiques. Ces enzymes sont modifiées en laboratoire pour reconnaitre et couper les séquences souhaitées dans l’ADN.

Les méganucléases
Ces protéines sont des enzymes de restriction extrêmement spécifiques, capables de reconnaître et de cliver une séquence d’ADN en s’assemblant par paire de sous-unités identiques (homodimères). Leur répertoire naturel étant limité, l’ingénierie de nouvelles méganucléases est nécessaire afin de pouvoir cibler un site particulier dans un génome. De ce fait, cette approche est difficile et réservée aux spécialistes de ce système. Leur utilisation est très limitée.  
Les nucléases à doigts de zinc
Ces protéines artificielles sont composées de peptides

peptides
Enchaînement d’acides aminés. L’assemblage de plusieurs peptides forme une protéine.
dits à doigts de zinc, qui reconnaissent une séquence d’ADN, et d’une nucléase (FokI) qui coupe l’ADN. Chaque peptide à doigt de zinc reconnaît une courte séquence de trois nucléotides

nucléotides
Molécule de base de l’ADN et de l’ARN.
: l’assemblage de plusieurs d’entre eux permet de cibler des séquences plus longues, de manière plus spécifique. En outre, pour couper, les nucléases à doigt de zinc agissent à deux, sur deux sites proches l’un de l’autre. Cela permet une action catalytique des enzymes FokI. Une modification génomique nécessite donc deux nucléases à doigts de zinc, dont la construction et l’assemblage sont très complexes. Cela limite leur utilisation.

Les nucléases à doigts de zinc, d'après une figure de Addgene (www.addgene.org)
Les TALENs
Les TALENs (pour Transcription Activator Like-Effectors) sont également utilisés par paires, ciblant deux séquences d’ADN proches. Ils comprennent un domaine de fixation à l’ADN composé d’une combinaison de quatre peptides, chacun de ces peptides reconnaissant spécifiquement une des quatre bases de l’ADN. En jouant sur l’enchainement de ces peptides, il est possible de cibler une séquence d’ADN spécifique. Ce domaine de fixation est associé à une nucléase Fok1 qui assure la coupure double brin.
Comme avec les nucléases à doigt de zinc, un travail d’ingénierie protéique est nécessaire pour construire et assembler les TALENs destinés à l’édition génomique. Des programmes informatiques permettent de faciliter ce travail comme E-Talen et une bibliothèque de TALENs pouvant reconnaitre plus de 18 700 gènes est disponible. Les TALENs sont plus faciles à produire que les nucléases à doigt de zinc et présentent une très bonne efficacité.

Les nucléases TALEN, d'après une figure de Addgene (www.addgene.org)
CRISPR-Cas
Cette fois c’est un ARN

ARN
Molécule issue de la transcription d'un gène.
guide (CRISPR pour Clustered Regularly Interspaced Short Palindromic Repeats), et non une protéine, qui reconnait la séquence cible à couper. Il est associé à une nucléase Cas, le plus souvent Cas9, qui coupe l’ADN à cet endroit précis.

Disponible depuis 2012, le système CRISPR-Cas9 a révolutionné l’édition génomique par sa simplicité. Les scientifiques l’utilisent désormais quotidiennement dans tous les domaines de recherche : médecine, agronomie, environnement, etc. Fabriquer des ARN guides est infiniment plus facile que fabriquer des protéines. C’est aussi beaucoup plus rapide (quelques jours, contre plusieurs semaines ou mois pour la fabrication de nucléases à doigt de zinc ou de TALENs) et beaucoup moins coûteux.
À peine trois mois après le développement de cet outil, plusieurs laboratoires publiaient déjà des résultats obtenus avec cette technique, confirmant son potentiel. Cinq ans après, plusieurs milliers d’articles de recherche - fondamentale ou appliquée, conduite chez d’innombrables espèces, visant toutes sortes d’applications - étaient publiés.


CRISPR/Cas9 : une méthode révolutionnaire – animation pédagogique – 2 min 10 – Inserm, 2016
Une utilisation dans tous les domaines du vivant et particulièrement en recherche biomédicale
L’édition génomique est utilisée dans différents domaines : l’agroalimentaire pour produire des espèces améliorées (par exemple des moutons et des veaux avec une masse musculaire accrue en Amérique du sud), l’agronomie (par exemple avec la modification génétique d’espèces végétales envahissantes, pour limiter leur croissance) et bien sûr la santé. Et ce, à tous les niveaux de la recherche : fondamentale, appliquée et clinique. Toutefois, l’ensemble de ces travaux en est encore largement au stade expérimental.
Produire des modèles animaux

L’édition génomique permet de développer de nouveaux modèles animaux (moutons, vaches, furets, lapins, porcs, etc.), en modifiant le patrimoine génétique d’embryons grâce au système CRISPR-Cas9 avant de les transférer chez des femelles. Les chercheurs peuvent ainsi disposer à volonté de modèles animaux variés et adaptés à l’étude du développement, de pathologies ou pour des essais thérapeutiques.
Deux singes macaques génétiquement modifiés sont par exemple nés en 2014, suite à l’introduction de mutations dans deux gènes différents, l’un étant impliqué dans le métabolisme et l’autre dans l’immunité. Ces naissances ont prouvé que l’obtention de primates non humains génétiquement modifiés est possible pour étudier des maladies. Jusque-là, ce type de travaux n’étaient presque exclusivement possibles que sur des souris, des drosophiles et des poissons zèbres.

Produire des modèles cellulaires
Outre les modèles animaux, il est possible de produire des modèles de cellules en culture sur mesure. Jusque-là, l’étude de maladies rares était notamment limitée par la difficulté à disposer de cellules homozygotes pour une mutation récessive rare. Désormais, il est possible de créer ces mutations à partir de cellules saines ou d’inactiver l’un des allèles chez des individus hétérozygotes pour cette mutation rare.
Soigner par la thérapie génique
En permettant d’introduire un gène sain ou de corriger une mutation dans les cellules d’un patient, l’édition génomique ouvre la voie à de potentielles thérapies géniques. Mais elle se confronte aux mêmes difficultés que les autres techniques de thérapie génique, en particulier en ce qui concerne la vectorisation de l’ADN thérapeutique et les nucléases (l’étape qui consiste à faire entrer ce matériel dans les cellules à traiter).

Plusieurs possibilités s’offrent aux chercheurs pour une intervention ex vivo (les cellules à traiter sont prélevées chez les patients, modifiées au laboratoire, puis réadministrées au patient). La nucléase Cas peut être délivrée sous différentes formes (ADN, ARN ou protéine) avec l’ARN guide, et plusieurs méthodes de délivrance sont possibles, comme l’application d’un champ électrique (électroporation) ou l’utilisation de vecteurs chimiques qui augmentent la perméabilité des membranes cellulaires. Néanmoins les vecteurs viraux restent très performants, en particulier les lentivirus et les adénovirus pour des essais conduits in vivo.


Guérir d'un coup de ciseaux, vraiment ?

Guérir d'un coup de ciseaux, vraiment ? - animation pédagogique et interview - 3 min 2

Les enjeux de la recherche
L’immense majorité des travaux d’édition génomique concerne la recherche fondamentale ou pré-clinique, pour étudier les maladies, le développement normal ou pathologique et tester des molécules thérapeutiques. Néanmoins quelques essais cliniques ont débuté chez l’humain contre des maladies monogéniques, mais également en infectiologie ou encore cancérologie.

Un essai démarre chez des patients atteints d’hémophilie B. Des nucléases à doigts de zinc seront adressées vers leurs cellules du foie grâce à un vecteur viral

vecteur viral
Virus modifié qui sert à apporter un gène thérapeutique aux cellules.
(AAV). L’objectif est d’introduire une copie saine du gène codant pour le facteur IX de coagulation dans une région active du génome, permettant son expression en continu. Des essais de phase I débutent également pour le traitement de maladies lysosomales

maladies lysosomales
Elles sont causées par un défaut génétique affectant le lysosome, organite chargé d’éliminer les composants issus du métabolisme. Ceux-ci s’accumulent alors dans la cellule, ce qui finit par entraîner un dysfonctionnement des organes.
dues à un défaut de production de l’enzyme IDUA (alpha-L-iduronidase) : les mucopolysaccharidoses. Là encore, la stratégie testée consiste à utiliser des nucléases à doigts de zinc, adressées vers les hépatocytes de patients, pour forcer l’expression de l’enzyme déficiente.

Un essai de phase II est en cours en infectiologie, contre le VIH. Il repose sur l’utilisation de nucléases à doigts de zinc, ex vivo dans des cellules souches hématopoïétiques non infectés de patients. L’objectif est d’inactiver le gène CCR5. La mutation de ce gène étant connue pour protéger de l’infection par le VIH, les chercheurs espèrent rendre les cellules modifiées résistantes au virus et rétablir l’immunité des patients. Des essais sont par ailleurs en cours avec différentes sortes de nucléases dans le traitement de la dysplasie utérine. L’idée est d’éliminer le virus HPV 16 ou 18 dans les cellules précancéreuses : la persistance de cette infection contribue en effet à l’apparition de cancers et à leur mauvais pronostic. Le traitement testé consiste à inactiver des protéines virales (E6 et E7) associées à cette persistance.

Dans le domaine du cancer, l’édition génomique permet aussi d’armer les lymphocytes T de patients contre leur propre tumeur. La modification a lieu ex vivo, après prélèvement des cellules sanguines, et consiste à faire exprimer un récepteur synthétique (ou CAR pour Chimeric Antigen Receptor) qui reconnait des antigènes

antigènes
Molécule capable de déclencher une réponse immunitaire.
tumoraux. Une autre approche consiste à éliminer un frein à l’activation des cellules immunitaire : elle a été utilisée dans le lymphome

lymphome
Cancer du système lymphatique qui se développe aux dépens de lymphocytes.
B, avec des cellules T modifiées pour être capables de cibler l’antigène tumoral de surface CD19. Plusieurs essais cliniques démarrent également pour tester l’inactivation du gène PD-1 afin de stimuler le système immunitaire contre des stades avancés de cancers de l’œsophage, du poumon, des voies nasopharyngées ou encore de lymphomes. Des cellules sanguines seront prélevées chez les patients, modifiées génétiquement avec CRISPR-Cas9, multipliées puis réinjectées.

CRISPR-Cas9 chez l’embryon humain
Des équipes chinoises et américaines ont testé la technique CRISPR-Cas9 chez l’embryon humain pour corriger une mutation conférant la bêta-thalassémie ou une autre mutation associée à une pathologie cardiaque grave. Il s’agit de recherche fondamentale destinée à évaluer l’efficacité et la sécurité de CRISPR-Cas9 sur des embryons qui sont ensuite détruits. Les effets jusqu’ici obtenus restent largement perfectibles : le pourcentage d’embryons modifiés est faible et le risque de mosaïcisme (c’est-à-dire le risque que les cellules d’un même embryon ne possèdent pas toutes le même patrimoine génétique) est élevé.
Concernant des modifications génétiques qui seraient transmissibles à la descendance, la France a ratifié la convention d’Oviedo qui interdit d’effectuer ce type de travaux. Pour de nombreux organismes scientifiques et comités éthiques, dont celui de l’Inserm, même si la convention d’Oviedo était modifiée, il est à ce stade inenvisageable de recourir à une intervention chez un embryon qui serait destiné à faire naitre un enfant, faute de garanties d’efficacité et de sécurité suffisantes.
Le risque de mutations hors cible et autres
Comme pour tous les médicaments, un risque majeur de l’édition génomique en thérapie est celui d’avoir des effets indésirables.

Dans le cas de l’édition génomique, il existe en particulier un risque de créer des mutations hors cible, en dehors de la zone initialement visée. Les nucléases ciblent en effet des séquences spécifiques d’une longueur de 15-20 bases, mais elles peuvent couper « par erreur » des séquences très proches qui ne se distinguent que par une seule base. Ces mutations non désirées peuvent modifier l’expression de gènes qui n’étaient pas ciblés, les inactiver, voire conduire à l’apparition de cancers. Actuellement, des approches de séquençage complet du génome des cellules génétiquement modifiées ex vivo permettent, en principe, de vérifier l’absence de mutations hors cibles. La bonne représentativité de ces contrôles reste à vérifier. Ce problème devra être réglé avant de mener des essais in vivo. Des outils bio-informatiques sont développés dans ce but, pour mieux prédire le risque de mutations hors cibles et garantir une meilleure spécificité des nucléases. En outre, la performance et la spécificité de ces dernières continuent d’être améliorées.

D’autres difficultés ont été identifiées telles que le mosaïsme : au cours d’une expérience, toutes les cellules faisant l’objet d’une tentative d’édition génomique ne sont pas génétiquement modifiées de façon strictement identiques à la fin de celle-ci. Cela s’explique par le fait que cette technique fait appel aux processus naturels de réparation de l’ADN et que ceux-ci peuvent inégalement intervenir d’une cellule à l’autre.
Enfin, l’absence de recul ne permet pas de statuer sur la sécurité à long terme d’une modification génétique provoquée dans une cellule. Les essais cliniques qui démarrent apporteront de précieuses informations sur la tolérance et la sécurité de cette approche. Ils permettront notamment de savoir, d’ici deux ou trois ans, si les effets hors cible sont maîtrisés.

L’édition épigénomique
Une nouvelle variante de l’édition génomique appelée édition épigénomique a été proposée. Elle utilise le système CRISPR-Cas, mais la nucléase Cas ne coupe pas l’ADN : elle permet d’importer des molécules régulatrices de la transcription pour bloquer ou au contraire stimuler l’expression d’un gène ciblé. La séquence du gène n’est donc pas modifiée.
La preuve de concept
preuve de concept
Démonstration de l’intérêt d’une invention ou d’une technologie.
a été apportée fin 2017 in vivo chez la souris, avec l’activation forcée de gènes impliqués dans le contrôle du diabète, de la dystrophie musculaire de Duchenne et d’une maladie rénale aigue.
Cette approche écarte le risque de mutation hors cible, même si des effets secondaires de fixation hors cible peuvent exister. De plus, elle évite la modification irréversible du patrimoine génétique d’une cellule.

Les préoccupations éthiques
L’utilisation tous azimuts de l’édition génomique soulève des questions éthiques, d’autant que les premières applications se dessinent alors que la technique n’est pas parfaitement maitrisée.
C’est notamment le cas pour le guidage de gène. Cette stratégie permet de modifier génétiquement (par CRISPR-Cas9) une population d’animaux en forçant un gène modifié à se transmettre. Le but est de la rendre résistante à une maladie ou encore de la stériliser si l’espèce est considérée comme nocive. Le guidage de gènes pourrait être utilisé pour contrôler des espèces végétales envahissantes ou pour éliminer la résistance aux herbicides ou pesticides. Il est également envisagé pour lutter contre des vecteurs de transmission de maladies, comme les moustiques impliqués dans la transmission du paludisme ou de la dengue. Une étude test, menée au Panama en 2015, semble soutenir l’efficacité de la technique : elle aurait permis de réduire les populations de moustique Aedes aegypti qui transmettent la dengue.
Ces pratiques soulèvent beaucoup de questions, outre celles déjà discutées sur les effets hors cible : quel est le risque de contamination à des espèces autres que la population cible ? Quel est l’impact écologique et pour la biodiversité de l’éradication d’insectes pollinisateurs et nourriciers pour les larves de poissons ? Quels sont les risques à long terme pour l’espèce ? Comment arrêter efficacement la propagation du gène en cas de perte de contrôle de la technologie ? Des évaluations doivent être réalisées sur des périodes longues, avec l’élaboration de scénarios multiples par des équipes pluridisciplinaires combinant biologie moléculaire, écologie, sciences sociales, pour une évaluation prudente de la balance bénéfice/risque à long terme.

D’autres questions se posent avec la modification génétique d’espèces à des fins commerciales. Ainsi, en Argentine et en Uruguay, des fermes expérimentales modifient le génome de moutons et de veaux pour augmenter la taille de leurs muscles dans le but de produire deux fois plus de viande. Quelles sont les conséquences pour la qualité de vie animale et pour les consommateurs ?
Chez un embryon humain qui serait destiné à faire naître un enfant, ce type d’intervention est totalement inenvisageable à ce stade, faute de garanties d’efficacité et de sécurité suffisantes. Mais à terme, si la technique devient sûre et fiable, elle pourrait être utilisée dans des indications rares et très précises : par exemple pour éviter la transmission d’une maladie grave quand les deux parents en sont atteints et que le risque de donner naissance à un enfant malade est de 100%. Il s’agira alors de corriger la mutation chez l’embryon ou même en amont, au niveau des cellules germinales

cellules germinales
À l'origine de la formation des gamètes, leurs gènes sont transmis à la descendance.
avant la fécondation. L’académie de médecine s’est prononcée en faveur de cette possibilité si la technologie atteint l’efficacité et la sureté nécessaires. Mais la plus grande vigilance devra s’imposer pour éviter toute dérive en faveur de modifications génétiques « de confort ».

 DOCUMENT     inserm    LIEN

Allèle

Un allèle (abréviation d'allélomorphe) est une version variable d'un même gène, c'est-à dire une forme variée qui peut être distinguée par des variations de sa séquence nucléotidique. En général, il existe deux allèles pour chaque gène, mais certains gènes (par exemple ceux du CMH) possèdent plusieurs dizaines d'allèles. Les allèles d'une paire de chromosomes homologues peuvent être identiques, c'est l'homozygotie, ou différents, c'est l'hétérozygotie.
C'est ainsi qu'au sein d'une même espèce, le génome d'un individu est différent de celui d'un autre individu, c'est le polymorphisme génétique. Ce polymorphisme est également dû à l'apparition de mutations qui sont des variations de la séquence nucléotidique. Il peut donc exister dans les populations naturelles plusieurs séquences différentes d'ADN pour un même locus.

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Préserver la diversité génétique du blé
Cécile Klingler dans mensuel 455
daté septembre 2011 -

Le nombre de variétés de blé cultivées en France augmente, mais leur diversité génétique stagne. Comment remédier à cette situation, qui freine la capacité d'adaptation des cultures aux évolutions de l'environnement ?

E lles s'appellent Folklor, Karillon, Musik et Flamenko, et succèdent à Apache, Soissons, Étoile de Choisy, ou encore Rouge de Bordeaux et Noé... Sous ces noms poétiques se cachent autant de variétés de blé tendre, celui dont on fait le pain, et qui représente 95 % de la production de blé dans le monde. Certaines sont très récentes : cela fait moins d'un an que les quatre premières sont inscrites au catalogue officiel français, prérequis absolu à leur commercialisation. Apache, Soissons et Étoile de Choisy avaient, elles, décroché le précieux sésame en 1998, 1988 et 1950. Les deux dernières, enfin, datent du XIXe siècle, époque où le catalogue officiel, instauré en 1933, n'existait pas.
Cette liste semble longue ? Pourtant, elle ne représente qu'une minuscule fraction des variétés de blé connues en France et dans le monde. Ainsi, la collection du centre de ressources génétiques de l'Institut national de la recherche agronomique INRA, à Clermont-Ferrand, regroupe 11 500 variétés, dont un tiers d'origine française. Et celle du Cimmyt, le Centre international d'amélioration du maïs et du blé, au Mexique, en abrite plus de 100 000.

Sur le terrain
Mais du côté agricole, la situation est tout autre. Qu'il s'agisse du blé, ou des autres espèces cultivées, la FAO lance depuis quelques années un cri d'alarme : attention à la perte de diversité génétique sur le terrain ! Une perte dommageable car la diversité génétique des espèces cultivées est utile pour l'agriculture. Elle est la clé de la capacité intrinsèque des plantes à s'adapter à des modifications de leur environnement : par exemple, le fait d'utiliser moins de pesticides et moins d'engrais dans les pays gros consommateurs qui veulent réduire leur consommation. Et bien sûr, les modifications induites par le changement climatique. Comment redresser la barre ?
Le premier impératif est d'abord de persuader l'ensemble des acteurs concernés qu'il y a bien un problème. Car tous ne sont pas convaincus. Il faut dire que les indicateurs permettant de suivre l'évolution de la biodiversité cultivée au cours du temps manquent cruellement. Dans ce domaine, le principal critère est le nombre de variétés. Or, on peut lui faire dire tout et son contraire. En France, la controverse est animée. D'un côté, les tenants de l'érosion de la diversité génétique arguent de ce que la modernisation de l'agriculture a entraîné la disparition des variétés de pays, c'est-à-dire les variétés adaptées à des terroirs bien précis. De l'autre, leurs contradicteurs rétorquent que la sélection moderne a conduit à une très forte augmentation du nombre de variétés disponibles.
Isabelle Goldringer est généticienne à l'INRA. Avec Christophe Bonneuil, historien des sciences au CNRS, elle a lancé, il y a quelques années, une étude visant à clore cette controverse. Une étude d'abord soutenue par le Bureau des ressources génétiques, puis par son successeur, la Fondation pour la recherche sur la biodiversité FRB. Objectif ? Construire un indicateur reposant sur plusieurs paramètres dont la combinaison permet de déterminer la diversité génétique effectivement cultivée, et son évolution au cours du temps.
L'espèce retenue est le blé tendre, Triticum aestivum. C'est l'espèce la plus cultivée en France, et depuis longtemps : elle couvrait quelque 6,5 millions d'hectares en 1912, elle en couvre encore 4,9 millions d'hectares un siècle plus tard soit trois fois plus que l'orge ou le maïs.

Indicateur global
Dans un premier temps, la consultation des documents historiques agricoles a permis de lister les variétés utilisées pendant le siècle dernier, à l'échelle des départements. Puis l'analyse de la diversité génétique de chacune a été menée par le centre de ressources génétiques de l'INRA, à partir de ses collections propres et d'échantillons de grains fournis par des semenciers et des réseaux d'agriculteurs. In fine, il en ressort un « tableau de bord » qui répertorie le nombre de variétés, leur distribution dans les surfaces cultivées, leur diversité génétique, et la distribution de celle-ci sur le terrain. L'ensemble est combiné au sein d'un indicateur global.
Publiés ce mois-ci, les résultats sont sans appel [fig. 1] . D'abord, ils révèlent qu'entre 1912 et 2006 le nombre de variétés utilisées a nettement augmenté, mais pas régulièrement. On observe en effet une forte diminution dans les années 1950 et 1960. Durant cette période, les variétés de pays, génétiquement hétérogènes, cèdent la place à des variétés issues des méthodes de sélection moderne : des variétés génétiquement homogènes, constituées d'individus tous identiques. Des variétés « pures », seules autorisées à la commercialisation à partir de 1964. C'est dans ce contexte qu'à partir de 1965 la courbe du nombre de variétés cultivées remonte. Avec une accélération marquée entre 1990 et 2006, puisque l'on passe alors de 170 à 300 variétés.
Mais surtout, souligne Christophe Bonneuil, « la diversité génétique des blés cultivés a, elle, stagné entre les années 1960 et aujourd'hui » . Cela s'explique par le fait que chacune de ces variétés est de plus en plus homogène génétiquement, qu'elles se ressemblent davantage entre elles, et que leur répartition sur le territoire français est, elle aussi, de plus en plus homogène. Au final, il y a donc une nette diminution de la diversité génétique du blé sur le territoire français. « Même s'il n'y a pas d'hégémonie d'une variété donnée, précise Isabelle Goldringer, puisque la variété la plus cultivée n'occupe qu'un quart des surfaces. »

Paramètres privilégiés
Cette uniformisation n'est pas surprenante. La sélection de nouvelles variétés se fait en effet par et pour un système agricole donné. Soit, durant les quarante dernières années, une agriculture intensive à forte utilisation d'intrants * . Dans un tel système, les paramètres privilégiés lors de la sélection sont davantage le rendement et la qualité technologique de la récolte par exemple, la teneur en protéine des grains que les capacités génétiques de résistance aux pathogènes ou de tolérance aux stress. Rien d'étonnant à cela, puisque les pesticides et les engrais réduisent fortement les risques.
Par ailleurs, le système encourage aussi les variétés cultivables à la plus large échelle spatiale possible. Certes, ces variétés peuvent dès lors être considérées comme particulièrement adaptables. Mais elles ne le sont que dans le contexte d'agriculture intensive évoqué plus haut... Et gare à ceux tentant de s'écarter du paradigme dominant : leurs variétés risquent de ne jamais obtenir leur inscription au catalogue officiel, puisque ladite inscription dépend de la réussite des variétés à des tests conçus en fonction... du système en question !
On l'aura compris : « Les critères d'inscription au catalogue conditionnent très fortement le choix des modalités de sélection que les sélectionneurs mettent en place », précise Bruno Desprez, de la PME semencière Florimond-Desprez. Or, cet impact s'exerce sur une période assez longue, étant donné la durée du processus de sélection. « Il faut compter environ dix ans entre le moment où nous mettons en place des croisements correspondant à la fois aux exigences du catalogue et à celles du marché, et l'obtention d'une variété appropriée. » Autant dire que le système n'est pas très flexible.

Néanmoins, une évolution se dessine. « Depuis plusieurs années, indique Bruno Desprez, les tests d'inscription au catalogue incluent un critère environnemental : une nouvelle variété doit être testée dans les conditions intensives "normales", puis avec un apport de fongicides divisé par deux. Si elle se comporte correctement dans ce second contexte, elle se voit attribuer un bonus qui peut compenser une note un peu faible en conditions intensives. » Cela a permis l'inscription au catalogue de variétés de blés dits « rustiques », qui nécessitent moins de fongicides, bien qu'elles soient légèrement moins productives que les autres en conditions intensives. Des variétés issues de travaux lancés dans les années 1980 par l'INRA et cinq PME semencières dont Florimond-Desprez, et dont font partie Folklor, Karillon, Musik, et Flamenko, citées au début de cet article.
D'autres changements pourraient intervenir dans les années qui viennent. En mai 2011, le ministère de l'Agriculture a en effet rendu public un rapport intitulé « Semences et agriculture durable », qui préconise 7 grands axes d'évolution souhaitables. Dont « faire évoluer les conditions d'accès possible et de maintien au catalogue des variétés », et « orienter le progrès génétique vers des variétés adaptées à des conduites culturales diversifiées et permettant de répondre à la réduction des intrants ».

Si ce rapport ne reste pas lettre morte, il y a fort à parier que la solution privilégiée consistera à adapter le schéma classique de sélection aux nouvelles contraintes environnementales. « Un sélectionneur peut, à tout moment, tirer parti de la diversité génétique conservée dans les collections, explique François Balfourier, du centre de ressources génétiques de l'INRA de Clermont-Ferrand. C'est du reste la base de l'obtention de nouvelles variétés. » Dans le futur, il s'agira de croiser les variétés « élites », très productives, avec d'autres variétés considérées comme des réservoirs de gènes intéressants par rapport à telle ou telle contrainte environnementale. Et cela, en s'appuyant sur l'augmentation des connaissances concernant le génome du blé lire « Trois génomes pour une même plante », p. 60.
Mais d'autres options existent. Elles ont pour point commun d'abandonner le dogme de la pureté variétale, et de favoriser des peuplements composites au niveau même de la parcelle cultivée.
La première consisterait à utiliser des mélanges de semences associant les unes aux autres des variétés déjà disponibles. Claude Pope de Vallavieille, spécialiste d'épidémiologie végétale à l'INRA, mène ce type d'études depuis plusieurs années, pour améliorer la résistance des cultures aux épidémies fongiques. Le principe est d'associer des variétés différant par leurs gènes de résistance, mais homogènes du point de vue agronomique et ayant la même destination technologique notamment le même type de farine.

Meilleure résistance
Les premiers résultats se sont révélés suffisamment probants pour ensuite lancer des expérimentations intégrant tous les acteurs de la filière. Un exemple ? La mise en place d'un réseau de 28 parcelles chez 12 agriculteurs produisant du blé panifiable supérieur, dans 5 départements, en impliquant les chambres d'agriculture et une meunerie. « Nous y avons suivi, sur trois ans et un total de 250 hectares, 4 variétés cultivées soit seules, soit en mélanges,
en évaluant la sévérité des principales maladies, le rendement et la qualité de la récolte, explique la chercheuse. Et cela, dans un contexte de réduction des intrants de 30 %, avec en particulier un seul traitement fongicide au lieu de deux. »
Résultat : une diminution de 6 % de la sévérité de la maladie prédominante la septoriose, des récoltes de même qualité meunière que les variétés cultivées seules, et un rendement légèrement meilleur. Autrement dit, un succès. La condition pour que de telles méthodes se développent ? Que les chambres d'agriculture, les coopératives, les organisations techniques les promeuvent. Et que les meuneries acceptent ces récoltes.

La seconde option consisterait, pour certains, à redonner une place aux variétés non homogènes génétiquement, appelées « variétés-populations ». Avec pour objectif d'utiliser la capacité de ces variétés à évoluer selon leur environnement. En 1984, une expérience au long cours de « gestion dynamique » a été lancée par André Gallais et par Pierre-Henri Gouyon, de l'Institut national agronomique, avec trois variétés-populations de blé cultivées dans différents sites répartis sur toute la France. Poursuivie par leurs successeurs à l'INRA du Moulon, cette expérience a révélé que les populations se différencient rapidement en fonction des lieux de culture, et acquièrent en quelques générations des combinaisons de gènes de résistance plus robustes face aux maladies fongiques.

Toute la question est d'arriver à en tirer parti. Car d'autres caractères, considérés comme un handicap par bon nombre de sélectionneurs, sont associés à ces résistances. En particulier une grande hauteur des plantes, alors que sont aujourd'hui privilégiées les variétés naines. Et puis surtout les variétés-populations sont aujourd'hui absolument exclues du catalogue officiel, donc de la commercialisation. Faut-il s'attendre à une évolution de ce côté-là ? Le rapport du ministère de l'Agriculture évoque des « dispositions particulières » pour ce type de variétés. Sans plus de précisions.

NOTES
*LES INTRANTS, en agriculture, sont les différents produits apportés aux terres et aux cultures comme les semences, les engrais, ou encore les matériels et l'énergie.

L'ESSENTIEL
- UNE ÉTUDE publiée par la Fondation pour la recherche sur la biodiversité montre une perte de diversité génétique du blé cultivé sur le territoire français.
- CETTE UNIFORMISATION découle des critères de sélection retenus lors de l'élaboration de nouvelles variétés.

- DIFFÉRENTES SOLUTIONS, génétiques ou agronomiques, existent pour remédier à cette situation.
TROIS GÉNOMES POUR UNE MÊME PLANTE
Le blé tendre dont on fait le pain, Triticum aestivum, possède 21 paires de chromosomes, réparties en 3 génomes comprenant chacun 7 paires de chromosomes. Ces trois génomes, appelés AA, BB et DD, témoignent de la façon dont l'espèce Triticum aestivum est apparue. Il y a 200 000 à 300 000 ans, l'hybridation entre deux espèces sauvages, Triticum urartu génome AA et Aegylops génome BB a donné naissance à l'amidonnier sauvage. Puis, il y a 8 000 ans, l'hybridation entre l'amidonnier et une troisième espèce sauvage, au génome DD, a conduit à l'apparition du blé tendre. Le génome DD est déterminant pour l'aptitude à la panification. Le blé dur, utilisé en semoulerie, ne possède que deux jeux de chromosomes, AA et BB. Le génome du blé tendre est aujourd'hui en cours de séquençage [1].
[1] www.wheatgenome.org

SAVOIR
R. Goffaux et al., Quels indicateurs pour suivre la diversité génétique des plantes cultivées ? Le cas du blé tendre en France depuis un siècle, rapport FRB, série Expertise et synthèses, 2011.
Christophe Bonneuil et Frédéric Thomas, Gènes, pouvoirs et profits, éditions Quae, 2009.
www.fondationbiodiversite.fr Le site de la FRB.
http://tinyurl.com/Semences-et-agri-durable Le rapport du ministère de l'Agriculture intitulé « Semences et agriculture durable ».
http://tinyurl.com/Centre -ressources-genetiques Le site du centre de ressources génétiques de l'INRA, à Clermont-Ferrand.

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Autisme et déficiences intellectuelles : la communication entre les neurones mise en cause

COMMUNIQUÉ | 04 MAI 2017 - 10H50 | PAR INSERM (SALLE DE PRESSE)

BIOLOGIE CELLULAIRE, DÉVELOPPEMENT ET ÉVOLUTION | GÉNÉTIQUE, GÉNOMIQUE ET BIO-INFORMATIQUE | NEUROSCIENCES, SCIENCES COGNITIVES, NEUROLOGIE, PSYCHIATRIE | TECHNOLOGIE POUR LA SANTE



Une étude collaborative internationale, coordonnée par Frédéric Laumonnier (Unité 930 « Imagerie et Cerveau » Inserm/ Université de Tours) et Yann Hérault de l’Institut de génétique et de biologie moléculaire et cellulaire (Inserm/ CNRS/ Université de Strasbourg), apporte des données nouvelles et originales sur le rôle physiopathologique des zones de contact entre les neurones dans certains troubles cérébraux. L’étude révèle que la mutation d’un des gènes impliqués dans les déficiences intellectuelles et l’autisme entraine un dysfonctionnement au niveau des synapses, structures essentielles pour la communication neuronale. Les travaux sont parus le 18 avril 2017 dans la revue Molecular Psychiatry.

L’autisme et les déficiences intellectuelles (DI) sont des troubles psychiatriques apparaissant principalement au cours de la période du développement cérébral et qui persistent souvent à l’âge adulte. On constate chez les personnes atteintes d’autisme des incapacités à établir des interactions sociales et à communiquer, des troubles du comportement ; en outre les sujets ayant une DI présentent des difficultés de compréhension, de mémoire et d’apprentissage. Si les origines sont encore mal connues, on sait désormais qu’une part significative d’entre elles sont associées à des mutations génétiques.

Au cours du développement du cerveau, la formation des synapses est indispensable pour les fonctions cérébrales comme la mémoire et l’apprentissage. Les synapses sont les zones de contact entre les neurones, assurant la connexion et la propagation de l’information entre eux. Certaines sont inhibitrices et d’autres excitatrices, pour permettre la mise en place de réseaux neuronaux fonctionnels. Or, des mutations d’un gène nommé PTCHD1 (Patched Domain containing 1), localisé sur le chromosome X et qui permet l’expression d’une protéine potentiellement impliquée dans le fonctionnement des synapses, ont récemment été identifiées chez des garçons atteints des troubles cités précédemment. Ces mutations entrainent la perte d’expression du gène.
Afin de valider l’implication des mutations du gène PTCHD1 dans les troubles de l’autisme et des DI, Yann Hérault et ses collaborateurs ont créé un modèle murin n’exprimant plus le gène PTCHD1. Ils ont observé chez ces animaux des défauts importants de mémoire, ainsi que des symptômes significatifs d’hyperactivité confirmant ainsi l’implication du gène dans l’autisme et les DI. Des études menées en parallèle par l’équipe de Frédéric Laumonnier ont permis, d’une part, de montrer que la protéine PTCHD1 était présente au niveau des synapses excitatrices et, d’autre part, de déceler chez ces mêmes souris, des modifications au niveau des synapses.

Ces altérations de la structure et de l’activité synaptique dans les réseaux neuronaux excitateurs sont particulièrement significatives dans une région au centre du cerveau appelée l’hippocampe. Cette région joue un rôle majeur dans les processus cognitifs, notamment la mémoire et la formation de nouveaux souvenirs.

Des anomalies génétiques impactant la structure ou de la fonction de ces synapses constituent une cible physiopathologique dans l’autisme et la DI. Dans ce cadre, ces travaux définissent une nouvelle « maladie » des synapses causée par une mutation du gène PTCHD1. Ce dysfonctionnement apparait au cours du développement du système nerveux central et est associé aux déficiences intellectuelles et à l’autisme. La compréhension des mécanismes physiopathologiques qui sous-tendent ces troubles neuro-développementaux, notamment grâce à l’étude d’organismes modèles, est essentielle pour améliorer les stratégies thérapeutiques.

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